A PARASITOLOGIA NO LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS

INTRODUÇÃO:

• Presentes no mundo todo, principalmente nas áreas tropicais e subtropicais de países em desenvolvimento;
• É fundamental a importância do laboratório de Análises Clínicas na confirmação do diagnóstico de infecções parasitárias.

MÉTODOS EMPREGADOS:

Ø MÉTODOS DIRETOS:

Visa encontro do parasita ou de seus estágios evolutivos.

1. Sedimentação Espontânea

Cultura e Inoculação para a multiplicação do parasita.

1. Técnicas Restritas a Centros especializados, ligados a Saúde Pública (laborat. Ou Universidades ligadas a saúde pública);
2. Alto custo para ser repassado aos pacientes.

Ø MÉTODOS INDIRETOS:

PESQUISA DE ANTICORPO “IN VITRO”:

1. Testes sorológicos que serão estudados na Imunologia.
2. Exemplos comuns como reação de aglutinação passiva para anticorpos antiamebianos, reação de Machado Guerreiro para doença de Chagas, para a cisticercose a reação de Weinberg e etc.

REAÇÕES INTRADÉRMICAS:

1. Venda de antígenos úteis como toxoplasmina, leishmanina e shistosomania.

CUIDADOS COM OS EXAMES PARASITOLÓGICOS

• A evolução da sensibilização dos laboratoristas tem se dado uma importância cada vez maior a infecciosidade dos materiais colhidos dos pacientes;

• Sangue ou amostras de tecidos contendo parasitas da malária, tripanossomas, leishmanias ou taxoplasmas podem causar infecção se houver uma solução de continuidade na pele;

• Podem também ser infecciosas amostras de fezes frescas contendo cistos de protozoários, trofozoítos de Dientamoeba fragilis, ovos de Enterobius vermicularis, Hymenolepis nana ou Taenia solium, ou amostras contendo larvas filariformes de Strongyloides stercoralis.

• Amostras de fezes colhidas a mais tempo podem conter larvas filariformes de ancilostomídeos ou de Trychostrongylus sp ou ovos embrionados de Ascaris lumbricóides ou Trichuris Trichiura.

• Tanto as fezes como qualquer outro material submetido a exame parasitológico, podem conter bactérias como Salmonella, Shigella, Campylobacter, etc. ou vírus altamente patogênico como rotavírus, poliovírus, vírus da hepatite, da AIDS e outros.
• Todas as amostras devem ser consideradas infecciosas, do mesmo modo que qualquer outro material recebido no laboratório, para exame.

• Quando for necessária a manipulação de materiais a fresco, devemos empregar técnicas assépticas e de desinfecção iguais às usadas em microbiologia.

MÉTODO PARA DETECÇÃO DE PARASITO

CONSIDERAÇÕES GERAIS:

· Muitos tipos de materiais podem ser submetidos a exame parasitológico, como fezes para pesquisa de protozoários e helmintos, preparações perianais para pesquisa de Enterobius vermicularis, esfregaço de sangue para diagnóstico de malária;

· Podem ser pesquisados também parasitos em lesão da pele, no escarro (ascaris), no sedimento urinário (tricomonas), nas secreções vaginais e uretrais, no líquido cefalorraquidiano (schistosoma), em biopsias e etc.Em esfregaço de sangue (elefantíase).

· Para permitir a identificação do parasito suspeito, o material deve ser apropriadamente colhido e no tempo mais indicado, de acordo com as características da doença suspeitada.

COLHEITA DE AMOSTRAS DE FEZES

• Fezes formadas devem ser colhidas em recipientes limpos ou mesmo sobre papel e transferidas (5 a 10g) para o frasco coletor com tampa, por meio de uma espátula descartável;

• Fezes líquidas devem ser colhidas em recipientes limpos e transferidas para o coletor com tampa;

• As amostras de fezes não devem estar contaminadas com água, urina ou com terra, pois tais elementos podem causar degeneração de alguns parasitos ou introduzem organismos de vida livre, que podem confundir o diagnóstico;

• O uso de antibióticos pode baixar o número de protozoários detectáveis, especialmente amebas;

• As amostras enviadas ao laboratório devem ser rotuladas com a identificação do paciente e com hora e data da colheita;

• Para alguns parasitos, que são eliminados intermitentemente, são necessários vários exames (geralmente três), colhidos em intervalos de 2 a 3 dias alternados.

TRANSPORTE DAS AMOSTRAS DE FEZES

• As amostras de fezes formadas devem ser enviadas ao laboratório logo após a colheita, à temperatura ambiente ou sob refrigeração, preferencialmente antes de duas horas da colheita;

• Para fezes pastosas ou líquidas esse tempo é crítico, pois, contendo provavelmente trofozoítos, estes vão se degenerar rapidamente;

• Nunca devemos conservar fezes em estufas, pois estas, aceleram sua degeneração;

• Porções representativas de fezes contendo muco ou sangue, se presentes, devem ser incluídas na amostra para exame;

• Havendo vermes adultos, o ideal é que estes sejam enviados ao laboratório sem fixação, megulhados em solução fisiológica ou mesmo em água, mas nunca dessecados;

• O coletor com fixador e fezes deve ser bem agitado para emulsionar o material. Em seguida deve-se identificar a amostra e conserva-la em temperatura ambiente até ser entregue ao laboratório.

EXAMES PARASITOLÓGICOS DO SANGUE

COLHEITA DE AMOSTRAS DE SANGUE:

• Em geral são colhidas amostras de sangue periférico (na veia), sem anticoagulantes, por punção da polpa digital (dedo) ou do lobo da orelha;

• Podem ser usadas amostras com anticoagulantes se as preparações forem realizadas dentro de uma hora após a colheita, mas as preparações feitas sem anticoagulantes se coram melhor;

• Para determinados exames, como na pesquisa de microfilárias a fresco, é colhido sangue venoso em EDTA (anticoagulante). O exame microscópico desse sangue, logo após a colheita (sangue puro ou em solução fisiológica) evidencia as microfilárias móveis;

• Fora esses raros exames o laboratório não faz pesquisa de parasito em preparações de sangue, isto é, sem coloração;

• Mesmo quando o exame é fresco, o encontro do parasito é problemático;

• O sangue colhido é sistematicamente depositado em lâmina de microscopia, para elaboração de esfregaço e de gota espessa;

• Recomenda-se que as duas preparações sejam feitas, mas em lâminas separadas, pois são processadas de modo diverso;

• As lâminas usadas devem ser novas, isentas de gordura e não podem ser riscadas. Para a parasitologia não há essa necessidade.

HORA DA COLHEITA DO SANGUE

· O encontro de parasito no sangue periférico varia com a espécie do parasito, com o ciclo evolutivo e com o grau de infecção;

· Algumas amostras de sangue contêm poucos parasitos e podem passar como negativas;

· Outras vezes como na malária, os trofozoítos jovens se apresentam em forma de um anel, o que dificulta a identificação da espécie;

· O melhor horário da colheita de sangue é a metade do tempo entre as crises de febre (esse é o momento em que os parasitas vão para os periféricos). Essa regra, no entanto não é rígida;

· Se houver suspeita de Plasmodium faciparum, especialmente no estado agudo precoce, os parasitos podem ser numerosos no momento do pique de febre;

· Algumas microfilárias (ex: Wuchereria bancrofti/elefantíase –pronuncia vulquereria) podem ser encontradas somente à noite, entre as 22 e 2 horas da madrugada.

PREPARO DOS ESFREGAÇOS DE SANGUE

• Os esfregaços de sangue apresentam uma grande área, na lâmina de microscopia, onde a camada celular é única e as hemácias estão ligeiramente separadas entre si;
• As lâminas devem ser cuidadosamente preparadas, de acordo com a técnica de preparo de esfregaço de sangue, que será vista detalhadamente em Hematologia.

PREPARO DE LÂMINA DE GOTA ESPESSA

• Ao preparar uma lâmina de gota espessa, devemos tomar as mesmas precauções de limpeza da lâmina exigidas nas preparações de esfregaços hematológicos;

• Colocamos 2 ou 3 gotas de sangue no centro para que o material não seja apenas um esfregaço, e nem o material pode ficar muito espesso, para não descolar no momento da coloração;

• Espalhando o sangue na pequena área, deixamos a lâmina em posição horizontal, a temperatura ambiente para secar;

• Essa secagem levapelo menos algumas horas. Em geral a coloração é feita no dia seguinte.

FIXAÇÃO DO MATERIAL

• Enquanto os esfregaços de sangue têm de ser fixados por imersão em metanol (álcool absoluto), por alguns segundos e secos ao ar, as preparações de gota espessa não podem ser fixadas;

• No caso da gota espessa é necessário que o corante (aquoso) lise(quebre) as várias camadas de hemácias, o que a fixação iria impedir. Se o corante não for aquoso, as lâminas devem ser antes desemoglobinadas com água destilada.